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Infection à virus Chikungunya Actualités basées sur l’épidémie de l’océan indien

Publié le

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Bernard‑A Gaü­zère. Centre Hos­pi­ta­lier Dépar­te­men­tal. Saint-Denis. Réunion
Par aimable autorisation

mise à jour le 4 jan­vier 2007

 

Cour­te­sy of the Uni­ver­si­ty of Texas Libra­ries, The Uni­ver­si­ty of Texas at Austin

1) Géné­ra­li­tés 

1.1)  Agent

Le virus chi­kun­gu­nya (CHK) a été iso­lé pour la pre­mière fois en 1953. au labo­ra­toire de viro­lo­gie d’Entebbe (Ougan­da) au décours d’une épi­dé­mie ayant frap­pé le pla­teau de Makonde au Tan­ga­nyi­ka (future Tan­za­nie) [1]. Le nom de cette zoo­nose dérive de l’attitude du malade : en dia­lecte ban­tou, chi­kun­gu­nya signi­fie en effet « mar­cher cour­bé ». Des épi­dé­mies de CHK anté­rieures à 1952 peuvent être sus­pec­tées rétros­pec­ti­ve­ment à la lumière des connais­sances actuelles de la mala­die, car le nom de CHK est bien anté­rieur à la décou­verte du virus. En par­ti­cu­lier, cer­taines épi­dé­mies de fièvres éti­que­tées « dengue » auraient pu être des épi­dé­mies de chik car les des­crip­tions fai­saient état de dou­leurs arti­cu­laires impor­tantes (Zan­zi­bar début du XIXe siècle).

Le virus CHK est un arbo­vi­rus (Alpha­vi­rus de la famille des Toga­vi­ri­dae) ; c’est un virus à ARN ther­mo­sen­sible. Il existe une souche afri­caine et une souche asia­tique. Le génome du virus iso­lé à La Réunion a été séquen­çé, il contient 14 500 nucléo­tides et dérive de la souche afri­caine. Après ampli­fi­ca­tion sur cel­lules de mous­tique, qui le mul­ti­plient très effi­ca­ce­ment en plu­sieurs dizaines de mil­lions de par­ti­cules virales par mil­li­litre de sur­na­geant de culture, le virus a été ana­ly­sé par micro­sco­pie élec­tro­nique, par la tech­nique de colo­ra­tion néga­tive. Sa taille est de 70 nano­mètres, il a une forme ronde, on peut dis­tin­guer sa cap­side entou­rée d’une enve­loppe (Ins­ti­tut Pas­teur Paris). Les virus à ARN pos­sèdent des poly­mé­rases « peu fiables », qui com­mettent de nom­breuses erreurs de trans­crip­tion à l’origine de varia­tions ou de muta­tions. In vitro, sa crois­sance est inhi­bée par la chlo­ro­quine dont les effets anti-viraux avaient déjà été démontres sur le virus Sind­bis dans les années 1980. Il est éga­le­ment sen­sible à la riba­vi­rine et à l’interféron, mais dans une moindre mesure. Les anti-rétro­vi­raux seraient sans acti­vi­té. L’hydroxychloroquine aurait un effet anti-viral moindre. (X. De Lam­bal­le­rie, Timone, Mar­seille, don­nées non publiées).

La charge virale peut-être très éle­vée (plu­sieurs mil­lions de copies par ml). Elle serait très éle­vée de la nais­sance à l’âge de 4 mois et ne varie­rait plus ensuite (A. Michault ; Groupe hos­pi­ta­lier Sud Réunion, don­nées non publiées). Dans le corps humain, il semble exis­ter des sanc­tuaires où le virus est à l’abri des anti­corps diri­gés contre lui (cor­née, arti­cu­la­tions ?) et où il pour­rait se répli­quer durablement.

Citons : Genome Microe­vo­lu­tion of Chi­kun­gu­nya Viruses Cau­sing the Indian Ocean Out­break. Schuf­fe­ne­cker I, Ite­man I, Michault A, Mur­ri S, Fran­geul L, Vaney MC, Lave­nir R, Par­di­gon N, Reynes JM, Pet­ti­nel­li F, Bis­cor­net L, Dian­court L, Michel S, Duquer­roy S, Gui­gon G, Fren­kiel MP, Bre­hin AC, Cubi­to N, Despres P, Kunst F, Rey FA, Zel­ler H, Brisse. PLoS Med. 2006 May 23;3(7)

« L’origine et l’évolution du virus Chi­kun­gu­nya dans l’Océan indien a été retra­cée grâce au séquen­çage total du génome de six souches virales iso­lées chez des malades de La Réunion et de Mada­gas­car, ain­si qu’au séquen­çage par­tiel de la pro­téine E1 du virus chez 127 patients de La Réunion et des îles voi­sines (Mada­gas­car, Sey­chelles, île Mau­rice, Mayotte). Leur étude, ouvre des pistes de recherche pour expli­quer l’ampleur de l’épidémie ain­si que la sur­ve­nue de formes graves et nou­velles de la mala­die. Des séquences géno­miques com­plètes du virus Chi­kun­gu­nya ont pu être carac­té­ri­sées à par­tir d’isolats viraux obte­nus après un faible nombre de pas­sages en culture cel­lu­laire et donc très proches des virus cli­niques, alors que les génomes com­plets carac­té­ri­sés jusqu’alors concer­naient des souches de labo­ra­toire. Cette étude ini­tiée au Centre Natio­nal de Réfé­rence des Arbo­vi­rus a pu être pour­sui­vie à grande échelle grâce à la plate-forme de Géno­ty­page des Patho­gènes et San­té Publique de l’Institut Pas­teur. Elle démontre d’abord que les souches virales de l’Océan Indien sont proches entre elles et appa­ren­tées aux souches d’Afrique de l’Est, Cen­trale et du Sud iso­lées entre 1952 et 2000 : les virus ayant émer­gé dans les îles de l’Océan Indien ont donc vrai­sem­bla­ble­ment été impor­tés depuis le conti­nent afri­cain. Ce qui est com­pa­tible avec les échanges de popu­la­tions entre l’Afrique de l’Est et les Comores, où l’épidémie a com­men­cé début 2005. D’autre part, des modi­fi­ca­tions dans les génomes viraux au fil de l’épidémie, et notam­ment l’émergence et la pré­do­mi­nance d’un géno­type par­ti­cu­lier à par­tir de sep­tembre 2005, sug­gèrent une évo­lu­tion adap­ta­tive des souches virales. Le séquen­çage du génome com­plet d’une souche virale iso­lée du LCR d’un patient réunion­nais atteint de ménin­go-encé­pha­lite a mis en évi­dence plu­sieurs muta­tions, cau­sant des sub­sti­tu­tions d’acides ami­nés, qui sont propres à cet iso­lat cli­nique. Ces sub­sti­tu­tions pour­raient être asso­ciées d’une part à la neu­ro­vi­ru­lence du virus Chi­kun­gu­nya et d’autre part à une plus grande effi­ca­ci­té de la mul­ti­pli­ca­tion virale. Des « signa­tures molé­cu­laires » des virus, véri­tables empreintes géné­tiques, au niveau de la pro­téine d’enveloppe E1 du virus ont éga­le­ment été trou­vées. En effet, la struc­ture tri­di­men­sion­nelle de E1 d’un alpha­vi­rus très proche, le virus de la Forêt de Sem­li­ki, avait été réa­li­sée aupa­ra­vant par l’Institut Pas­teur, ce qui a per­mis de modé­li­ser la pro­téine E1 du virus Chi­kun­gu­nya, afin de loca­li­ser les muta­tions. Une de ces signa­tures, qu’on ne trou­vait pas au début de l’épidémie, est deve­nue pré­do­mi­nante à par­tir de sep­tembre 2005 dans les souches réunion­naises, pré­cé­dant donc de peu l’explosion épi­dé­mique. Elle serait à l’origine d’une adap­ta­tion au mous­tique Aedes albo­pic­tus, qui n’était pas connu jusque là pour être un vec­teur du virus Chi­kun­gu­nya. La pro­téine E1 est en effet impli­quée dans l’attachement du virus aux mem­branes cel­lu­laires du mous­tique. La posi­tion de cette signa­ture molé­cu­laire sur la pro­téine E1 (« E1 226 »), est en effet connue pour influen­cer la mul­ti­pli­ca­tion du virus chez le mous­tique vecteur.

Les Alpha­vi­rus com­prennent 28 virus, dont les virus Chi­kun­gu­nya, O’Nyong Nyong, Ross River, Sind­bis, Maya­ro. Tous les arbo­vi­rus connus appar­tiennent à cinq familles de virus. Il y a 537 arbo­vi­rus et appa­ren­tés recen­sés (1996, source Ins­ti­tut Pas­teur), dont 168 en Afrique, 91 en Amé­rique du Nord et 137 en Amé­rique du sud. Envi­ron cent dix d’entre eux sont patho­gènes pour l’homme et res­pon­sables d’autant d’arboviroses humaines. Une qua­ran­taine d’entre eux est cause de mala­dies ani­males identifiées.

1.2) Réser­voir

Il est prin­ci­pa­le­ment repré­sen­té par les singes et d’autres ver­té­brés. D’autres espèces peuvent être infec­tées, notam­ment l’homme. En période épi­dé­mique, le seul réser­voir est l’homme.

Dans l’Océan indien, d’autres réser­voirs ani­maux sont sus­pec­tés : singes macaques (Ile Mau­rice), lému­riens et chauves sou­ris (Mayotte, Mada­gas­car) et en cours d’investigation (pro­grammes Ento­mo­Chik et Ani­Chik). Les pre­miers résul­tats ne montrent pas de pré­sence virale chez l’animal.

En ce qui concerne le réser­voir ani­mal, citons P Bré­mont, de l’UR 892 Viro­lo­gie Immu­no­lo­gie Molé­cu­laire. « La ques­tion d’un poten­tiel réser­voir ani­mal pour le Chi­kun­gu­nya a été peu abor­dée et seules quelques hypo­thèses ont été avan­cées. La rai­son prin­ci­pale de cette mécon­nais­sance, et que jusqu’à aujourd’hui les études menées sur le Chi­kun­gu­nya ont été réa­li­sées en condi­tion épi­dé­mique, et donc en situa­tion ou homme et faune sau­vage sont néces­sai­re­ment seroconvertis.

Les espèces ani­males pour les­quelles une ana­lyse séro­lo­gique a éta­blis la pré­sence du CHIK sont, le singe Maca­ca Fas­ci­cu­la­ris aux Phi­lip­pines (Inoue S et al, 2003) en Malai­sie (Mar­chette NJ et al, 1978). A noter dans cette étude une pré­va­lence du virus Getah (Alpha­vi­rus du même groupe que CHIK) chez le porc domes­tique. Tou­jours chez le singe, pré­va­lence du CHIK dans l’espèce Cer­co­pi­the­cus Aethiop Pyge­ry­thrus) en Afrique du Sud (Kaschu­la VR et al, 1978). Les orang outans à Bor­néo semblent éga­le­ment consti­tuer des por­teurs sains du CHIK au même titre que d’autres arbo­vi­roses (Wolfe ND et al, 2001).

Une étude par­ti­cu­liè­re­ment inté­res­sante (Sixl W et al, 1988) basée sur des infec­tions expé­ri­men­tales de sou­ris montre que les oiseaux tels que l’hirondelle Hirun­do Rus­ti­ca ou le moi­neau Pas­ser domes­ti­cus peuvent consti­tuer des réser­voirs poten­tiels via l’infestation par des ecto­pa­ra­sites nidicoles.

Concer­nant les oiseaux migra­teurs, une étude réa­li­sée en Rus­sie (Siden­ko VP et al, 1974) montre qu’un grand nombre d’espèce sont séro­po­si­tives pour les arbo­vi­roses, incluant le Chi­kun­gu­nya. Les espèces recen­sées sont : Ster­na Hirun­do, Egret­ta gar­zet­ta, Larus mala­no­ce­pha­lus, Strep­to­pe­lia Tur­tus, Ardea cine­rea, Ardeo­la ral­loides, Larus ridi­bun­dus et Nyc­ti­co­rax nycticorus.

Une étude menée au Séné­gal (Renau­det J et al, 1978) semble éga­le­ment confir­mer le rôle impor­tant des oiseaux migra­teurs comme vec­teur poten­tiel des arbo­vi­roses, et en par­ti­cu­lier pour le Chikungunya.

Le che­val peut éga­le­ment consti­tuer un poten­tiel réser­voir (Ola­leye OD et al, 1989) pour le CHIK mais aus­si pour beau­coup d’autres arboviroses.

Une des­crip­tion du tique de la famille des Ixo­di­dae comme poten­tiel réser­voir pour le CHIK (Kons­tan­tit­nov OK, 1990). C’est la seule des­crip­tion de ce type. Les tiques exa­mi­nées étaient prin­ci­pa­le­ment Amblyom­ma varie­ga­tum, Boo­phi­lus et Rhi­pi­ce­pha­lus.

En conclu­sion, les don­nées sont par­cel­laires, sou­vent obte­nues en phase de crise épi­dé­mique et donc peu favo­rables à une ana­lyse claire de la ques­tion des réser­voirs ani­maux. De toutes évi­dences des recherches actives doivent être menées pour iden­ti­fier de façon plus fiable l’existence d’un réser­voir ani­mal pour le Chi­kun­gu­nya, en dehors bien enten­du de l’homme lui-même. Une piste inté­res­sante à suivre est peut être le rôle des oiseaux migra­teurs, soit comme por­teurs soit via l’infestation par des ecto­pa­ra­sites. ». Fin de citation.

1.3) Mode de contamination

En zones urbaines, (où sont décrites la majo­ri­té des épi­dé­mies), la mala­die se trans­met d’homme à homme par l’intermédiaire de mous­tiques du genre Aedes notam­ment (Aedes aegyp­ti, albo­pic­tus, poly­ne­sien­sis). Le Culex et excep­tion­nel­le­ment l’Ano­phele ont éga­le­ment été iden­ti­fiés comme vec­teurs. En ce qui concerne l’épidémie appa­rue à la Réunion, le mous­tique sus­pec­té d’être le vec­teur est uni­que­ment Aedes albo­pic­tus. C’est un vec­teur diurne avec un pic d’activité en début et en fin de jour­née. Exo­phile, il peut éga­le­ment piquer à l’in­té­rieur des habi­ta­tions, ain­si que la nuit, s’il est déran­gé dans ses sites de repos : feuillages, cou­verts végé­taux. En milieu natu­rel afri­cain, la mala­die passe du singe au singe par le biais des mous­tiques Aedes fur­ci­fer et africanus.

L’Aedes a un corps divi­sé en trois par­ties, une paire d’an­tennes, trois paires de pattes striées de blanc, une seule paire d’ailes et une paire de balan­ciers, de longues antennes, une longue trompe, un corps recou­vert d’é­cailles déco­rées de taches blanches ou argen­tées. Mâle et femelle se dif­fé­ren­cient notam­ment par la forme de leurs antennes, plus épaisses et plus four­nies pour le mâle. Les adultes (males et femelles) d’Aedes albo­pic­tus et d’Aedes aegyp­ti peuvent très faci­le­ment être dis­tin­guées à l’œil nu grâce à leurs orne­men­ta­tions tho­ra­ciques très dif­fé­rentes. Par contre les larves sont mor­pho­lo­gi­que­ment très proches et il faut abso­lu­ment une bino­cu­laire pour les dis­tin­guer. Aedes est très élé­gant, tigré de noir et blanc. Il mesure de 8 à 10 millimètres.

1.4) Epidémiologie

1.4.1) Epi­dé­mio­lo­gie géné­rale des arboviroses

Les arbo­vi­rus affectent alter­na­ti­ve­ment un ver­té­bré et un arthro­pode. L’arthropode demeure infes­tant toute sa vie. Dans cer­tains cas, une trans­mis­sion ver­ti­cale, d’une géné­ra­tion à la sui­vante est pos­sible chez l’arthropode. Cette trans­mis­sion ver­ti­cale du CHK a été démon­trée à La Réunion. Tout chan­ge­ment cli­ma­tique ou toute modi­fi­ca­tion d’environnement est sus­cep­tible d’entraîner d’importantes réper­cus­sions sur le fonc­tion­ne­ment d’un foyer d’arbovirose et le déclen­che­ment d’une épidémie.

1.4.2) Epi­dé­mio­lo­gie du CHK

Le CHK existe en Afrique, en Asie du sud-est et dans le sous-conti­nent indien. En Afrique, des cas cli­niques ont été décrits de 1957 à 1974 au Trans­vaal, en Ougan­da, au Congo, au Nige­ria, au Gha­na, en Rho­dé­sie du sud (future Zim­babwe) [2–10]. Les enquêtes séro­lo­giques ont éga­le­ment per­mis de mettre ce virus en évi­dence au Séné­gal, au Bur­ki­na Faso, en Répu­blique cen­tra­fri­caine, au Came­roun, en Gui­née por­tu­gaise. Enfin, il a été réper­to­rié en Asie [11, 12], notam­ment aux Phi­lip­pines, en Malai­sie, au Cam­bodge, au sud de l’Inde et au Pakis­tan. A ce jour, le CHK ne s’est jamais trans­mis en dehors des  zones tro­pi­cales, bien que son vec­teur ait enva­hi la pla­nète [13].

En ce qui concerne l’épidémie actuelle, à la suite d’une sai­son sèche par­ti­cu­liè­re­ment longue et chaude au Kenya, la mala­die a d’abord tou­ché la Soma­lie (?), puis la côte kenyane (Ile de Lamu et Mom­ba­sa) (don­nées CDC Atlan­ta, mars 2006) avec des taux d’attaques très éle­vés (75 %), puis les Comores à la fin 2004 (taux d’attaque 63 %), puis l’île Mau­rice et Mayotte, et enfin la Réunion [14], attei­gnant ain­si pour la pre­mière fois le ter­ri­toire fran­çais. En date du 27 août 2006, on dénombre envi­ron 266 000 cas à La Réunion (34%) et 246 décès. Le pic de l’épidémie a été atteint avec 46 600 nou­veaux cas (sur une popu­la­tion totale de 775 000 per­sonne) au cours de la semaine 6 de 2006.

En matière d’arbovirose, il est avan­cé, que le com­por­te­ment humain est à l’origine de 90% de l’émergence d’une épi­dé­mie : modi­fi­ca­tion de l’environnement, pro­duc­tion de déchets gîtes des vec­teurs, baisse de la vigi­lance, dif­fi­cul­tés de la mobi­li­sa­tion communautaire…

2) Phy­sio­pa­tho­lo­gie des infec­tions arbovirales

A la suite de l’injection de salive lors de la piqûre d’un arthro­pode infes­tant, le ver­té­bré récep­tif déve­loppe une infec­tion arbo­vi­rale. Le virus se réplique à proxi­mi­té du point d’inoculation, puis dans les gan­glions lym­pha­tiques cor­res­pon­dants : c’est la phase de viré­mie. Le virus va se dis­sé­mi­ner dans l’organisme jusqu’aux organes cibles. L’infection entraîne une réponse immune à la fois humo­rale et cel­lu­laire. La diver­si­té des formes cli­niques obser­vées et  de leur gra­vi­té ne reçoit à ce jour aucune expli­ca­tion  pro­bante. Des études sur leur cor­ré­la­tion avec les charges virales et cer­tains groupes HLA sont actuel­le­ment menées dans les hôpi­taux de la Réunion (Pro­jets hos­pi­ta­liers de recherche cli­nique). Lors de l’infection à chik, l’exis­tence de phé­no­mène de Ray­naud est avé­rée chez des cas impor­tés en métro­pole et une cryo­glo­bu­li­né­mie est constam­ment asso­ciée à l’in­fec­tion (F. Simon, don­nées non publiées, Hôpi­tal Lave­ran, Mar­seille). 

3) Exten­sion de l’é­pi­dé­mie 

3.1) A La Réunion à la fin décembre 2006 (Source CIRE- InVs)

- Nombre de cas esti­més par enquête de séro­pré­va­lence : Une enquête de séro­pré­va­lence réa­li­sée pen­dant l’hiver aus­tral 2006 sur échan­tillon de 2 442 per­sonnes, par­mi les­quelles 38,25 % se sont avé­rés posi­tives pour les IgG anti chi­kun­gu­nya. Ce pour­cen­tage cor­res­pond à 300 000 cas. Le pour­cen­tage d’a­symp­to­ma­tique est de 6% et celui de faux posi­tif de 6% éga­le­ment. La répar­ti­tion par sexe montre 38.74 % de posi­tifs pour les femmes et 37.74% pour les hommes. La répar­ti­tion par âge montre une aug­men­ta­tion avec l’âge jus­qu’a 79 ans, puis une décrois­sance. Par zone géo­gra­phique, 30% de séro­po­si­ti­vi­té au Nord, 38% au Sud, 41% à l’Ouest et enfin 48 % à l’Est. Enfin, la séro­pré­va­lence selon le type de loge­ment montre que 43% des habi­tants vivants en loge­ment indi­vi­duel ont eu le chi­kun­gu­nya contre 23 % des per­sonnes vivants en loge­ment col­lec­tif. La sai­sie et l’a­na­lyse des don­nées sur la mala­die et la connais­sance des pra­tiques sont en cours.

- Nombre de formes graves bio­lo­gi­que­ment confir­mées chez des patients âgés de plus de 10 jours : 178 cas (sur 224 signa­le­ments) néces­si­tant le main­tien d’au moins une fonc­tion vitale en réani­ma­tion et 55 décès. Co-morbidité(s) chez 8 7patients (61%). Ménin­go-encé­pha­lites 16, autre atteinte neu­ro­lo­gique cen­trale 7 dont 3 syn­dromes de Guillain-Bar­ré, décom­pen­sa­tion car­dio-vas­cu­laire 18, défaillance res­pi­ra­toire 19, hépa­tite aiguë sévère 8, atteinte cuta­née sévère 10, insuf­fi­sance rénale 7, autres 35…

- Infec­tions mater­no-néo­na­tales bio­lo­gi­que­ment confir­mées : 45 formes graves (58 signa­le­ments) et 1 décès. Ménin­go-encé­pha­lites 11, atteinte cuta­née sévère 3, syn­drome algique 22, autres 5.

Décès : 254 cas décla­rés à la DRASS depuis le 1er jan­vier 2006, sans confir­ma­tion bio­lo­gique dans plus de la moi­tié des cas. L’imputabilité du chi­kun­gu­nya dans de nom­breux cas de décès de per­sonnes âgées est très dis­cu­table. Age moyen : 79 (0–102) ans, sex ratio 1,03

3.2) Dans la zone Océan indien

- Mau­rice (1.2 mil­lions hab.) : 2 553 cas noti­fiés au 1er mars 2006. Beau­coup plus de cas offi­cieux (200 000 ?).

- Sey­chelles (80 000 hab.) : 4 650 cas noti­fiés au 1er mars 2006

- Mayotte : (200 000 hab.) : 6 000 cas noti­fiés au 19 mars 2006 , mais deux enquêtes de séro­pré­va­lence révèlent un taux d’attaque de 26 %.

- Comores : le CDC d’Atlanta fait état de taux d’attaque de 63 % en 2005.

- Mada­gas­car (17 mil­lions hab.) : nom­breux cas, dans la région de Tama­tave et de Nosy Be dont 2 expor­tés en Guyane. Beau­coup plus de cas offi­cieux, avec un taux d’attaque supé­rieur à 50 % sur les côtes (syn­dromes dengue-like) où co-cir­cule éga­le­ment la dengue.

- Inde : Les intenses foyers épi­dé­miques mul­tiples qui sévissent depuis octobre 2005 en Inde sont bien dus à la même souche que celle par­tie du Kenya en juin 2004 arri­vée en Grande Comores en jan­vier 2005 puis à Mayotte et la Réunion et dans les autres îles de l’O­céan Indien. Il s’a­git pour la pre­mière fois en Inde d’une souche est-afri­caine. L’Inde avait enre­gis­tré entre 1963 et 1973 des foyers épi­dé­miques de chi­kun­gu­nya, mais c’é­tait des souches dites asia­tiques qui cir­cu­laient. Aucun foyer épi­dé­mique n’a­vait été rap­por­té depuis 32 ans. Les épi­dé­mies actuel­le­ment rap­por­tées en Inde, dans plu­sieurs Etats (au moins Andh­ra Pra­desh, Kar­na­ta­ka, et Maha­ra­sh­tra) font état de plu­sieurs cen­taines de mil­liers de cas, des décès sont aus­si rap­por­tés, même si offi­ciel­le­ment ce sont des foyers res­pec­ti­ve­ment de 25 000, 65 000 et 36 000 cas qui sont rap­por­tés par les auto­ri­tés sani­taires. Le poten­tiel pan­dé­mique de cette souche est-afri­caine semble très puis­sant. (Yer­gol­kar PN, Tan­dale BV, Aran­kalle VA, Sathe PS, Sudeep AB, Gandhe SS, et al. Chi­kun­gu­nya out­breaks cau­sed by Afri­can geno­type, India. Emerg Infect Dis [serial on the Inter­net]. 2006 Oct).

- Mal­dives : épi­dé­mie de fièvre avec arthral­gies signa­lée en décembre 2006.

3.3) En France métropolitaine : 739 cas sérologiquement confirmés dont au moins une forme grave (Syndrome de Guillain-Barré) en provenance de l’Ile Maurice, hospitalisé en région parisienne.
4) Signes cliniques 

4.1) Prin­ci­paux aspects cli­niques des arbo­vi­roses humaines

Le tro­pisme des virus explique les prin­ci­paux aspects cli­niques obser­vés. Tous les arbo­vi­rus pré­sentent un cer­tain neu­ro­tro­pisme [15] peu décrit dans la lit­té­ra­ture médi­cale. Trois grands tableaux cli­niques sont observés :

- Syn­dromes aigus fébriles (dengue-like)

- alpha­vi­rus : Chi­kun­gu­nya, O’Nyong Nyong, Ross River , Sund­bis, Mayaro,

fla­vi­vi­rus : dengues, West Nile

bunya­vi­rus : Bwam­ba, Bunyam­we­ra, Tataguine,…

- phlé­bo­vi­rus : Val­lée du Rift

- Syn­dromes encéphalitiques

fla­vi­vi­rus  :encé­pha­lite japo­naise , West Nile, encé­pha­lites à tiques d’Eurasie tempérée

alpha­vi­rus :  encé­pha­lites équines amé­ri­caines, Chi­kun­gu­nya (décou­verte à La Reunion)

Syn­dromes hémorragiques

- fla­vi­vi­rus : dengues, Fièvre Jaune, forêt de Kya­sa­nur, Omsk,

phlé­bo­vi­rus :  Fièvre de la Val­lée du Rift,

nai­ro­vi­rus : Crimée-Congo.

4.2) Prin­ci­paux aspects cli­niques de l’infection CHK

4.2.1) Forme clas­sique de l’adulte

CHK est une arbo­vi­rose clas­sée algo-érup­tive [16,17] avec un syn­drome dengue like, clas­si­que­ment décrite comme bénigne, d’évolution aiguë ou sub-aiguë.

Après une incu­ba­tion de 4 à 7 jours en moyenne (mais qui pour­rait être com­prise entre 1 et 12 jours, selon la lit­té­ra­ture), appa­raît bru­ta­le­ment une fièvre éle­vée accom­pa­gnée d’arthralgies qui peuvent être intenses tou­chant prin­ci­pa­le­ment les extré­mi­tés des membres (poi­gnets, che­villes, pha­langes), mais éga­le­ment le rachis et qui peuvent confi­ner le patient en posi­tion cou­chée para­ly­tique pen­dant plu­sieurs heures. Les dou­leurs sont fré­quem­ment décrites comme excru­ciantes et « pous­sant au suicide ».

Sur­viennent éga­le­ment des myal­gies (dou­leurs mus­cu­laires), des cépha­lées et une érup­tion macu­lo-papu­leuse dans plus de la moi­tié des cas. Des hémor­ra­gies bénignes à type de gin­gi­vor­ra­gies sont obser­vées, sur­tout chez les enfants. Enfin, il existe des infec­tions asymp­to­ma­tiques et l’immunité acquise paraît pré­coce et durable.

L’évolution cli­nique est variable. Elle peut être rapi­de­ment favo­rable, le malade répon­dant bien au trai­te­ment symp­to­ma­tique, mais la mala­die peut aus­si évo­luer vers une phase chro­nique mar­quée par des arthral­gies per­sis­tantes, inca­pa­ci­tantes, erra­tiques, symé­triques ou non, causes de dépres­sion. Une phase mati­nale de dérouillage par­fois longue (une demi-heure à une heure) est par­fois néces­saire avant le démar­rage des acti­vi­tés. D’autres signes sont décrits à La Réunion : agueu­sie, sen­sa­tion de vives brû­lures de la plante des pieds, gênant le marche…

Pen­dant la conva­les­cence qui peut durer plu­sieurs semaines, le malade est en proie à une asthé­nie impor­tante et sou­vent à des arthro­pa­thies dou­lou­reuses et inva­li­dantes. Aucun cas mor­tel de fièvre chi­kun­gu­nya n’avait été rap­por­té dans la lit­té­ra­ture chez l’adulte.

Si la mala­die est répu­tée bénigne et très sou­vent inap­pa­rente, ont été notées à La Réunion des formes non décrites dans la lit­té­ra­ture médi­cale. Ces obser­va­tions ont pu être faites grâce à la qua­li­té du sys­tème de sur­veillance et de soins exis­tant à la Réunion [18]. En l’ab­sence de la connais­sance du génome viral, on ne peut  incri­mi­ner, ni éli­mi­ner une muta­tion du virus dans la genèse de ces formes émergentes.

4.2.2) Formes émer­gentes de l’adulte

4.2.2.1) Hépa­tites graves ou fulminantes

L’observation de plu­sieurs hépa­tites aiguës sévères sou­vent ful­mi­nantes [19, 20, 21] semble sug­gé­rer une hépa­to­toxi­ci­té propre du virus chik. Des hépa­tites graves ont été notées chez 15 patients (10 hommes, 5 femmes ), âge moyen : 51 ans (27–84), trans­ami­nases : ASAT : 200 N (30N- 600N ), ALAT : 100 N (25N- 300N ), TP : 23% (10–41), Fac­teur V : 24% ( 6–49 ). Encé­pha­lo­pa­thie hépa­tique : 10 patients, éthy­lisme chro­nique : 10 patients dont un cir­rho­tique. Une prise de para­cé­ta­mol chez 8 patients (1 à 4 gr/j pen­dant 1 à 7 jours), avec des para­cé­ta­mo­lé­mies à des taux thé­ra­peu­tiques le plus sou­vent. Ponc­tions biop­sies hépa­tiques chez 3 patients :

- stéa­tose minime, pro­li­fé­ra­tion cho­lan­gio­laire pou­vant être le témoin indi­rect d’une nécrose hépa­to­cy­taire et d’une hépa­tite aiguë

- fibrose muti­lante + hépa­tite nécro­sante évo­quant une infec­tion virale

- hépa­tite aiguë

- Les RT-PCR du paren­chyme hépa­tique ont été 2 fois posi­tives et 1 fois néga­tive. L’évolution a été favo­rable chez 10 patients avec nor­ma­li­sa­tion des fonc­tions hépa­tiques en 2 à 10 jours et défa­vo­rable chez 5 patients dans un contexte d’insuffisance hépa­to-cel­lu­laire en 1 à 5 jours.. Sont retrou­vés comme fac­teurs aggra­vants : éthy­lisme chro­nique (10 cas), hépa­to­pa­thie chro­nique sous-jacente (1 cas), consom­ma­tion de para­cé­ta­mol (8 cas), asso­cia­tion alcool + para­cé­ta­mol (7 cas). Dans 4 cas, ces tableaux ont été notés chez des patients non éthy­liques chro­niques et ne consom­mant pas de Para­cé­ta­mol. Au plan phy­sio­pa­tho­lo­gique, on peut avan­cer plu­sieurs expli­ca­tions : le cyto­chrome P 450 qui est acti­vé par l’alcool, dégrade le para­cé­ta­mol en un méta­bo­lite toxique ; la prise régu­lière d’alcool abaisse le seuil de toxi­ci­té du para­cé­ta­mol de 10 gr à 5 gr ; enfin, la toxi­ci­té du para­cé­ta­mol est majo­rée lors de l’arrêt ou dimi­nu­tion consom­ma­tion d’alcool.

4.2.2.2) Myé­lo-ménin­go-encé­pha­lites : 4 décès sur 13 cas, bonne récu­pé­ra­tion chez les sur­vi­vants [22, 23]. Diag­nos­tic confir­mé par la posi­ti­vi­té de la RT-PCR ou des IgM dans le LCR et par éli­mi­na­tion des autres étiologies.

4.2.2.3) Poly­ra­di­cu­lo­né­vrites (Syn­drome de Guillain-Bar­ré) : 3 cas adultes ont néces­si­té une assis­tance ven­ti­la­toire avec bonne récu­pé­ra­tion fonc­tion­nelle [24] pour tous. Quelques autres cas en ser­vice de neu­ro­lo­gie. Un cas d’un mau­ri­cien hos­pi­ta­li­sé en région pari­sienne. Diag­nos­tic confir­mé par la posi­ti­vi­té de la RT-PCR ou des IgM dans le LCR.

4.2.2.4) Atteintes oph­tal­miques : Ont été notés trois groupes de signes de sur­ve­nue, de fré­quence et de gra­vi­té dif­fé­rentes [25].

- Atteinte muqueuse (hémor­ra­gie, hyper­hé­mie, pico­te­ments ocu­laires ; œil irri­té ou sec),

- Atteinte neu­ro­lo­gique : baisse de l’acuité visuelle sur­tout de prés, par trouble de l’accommodation ; diplo­pie (vision en double) par para­ly­sie oculomotrice

- Aggra­va­tion de patho­lo­gies patentes (réac­ti­va­tion d’une uvéite, sclérite).

Par contre, il n’a jamais été noté de kéra­tite, de réti­nite, d’hypertonie ocu­laire et de glau­come, de neu­ro­pa­thie rétrobulbaire.

Il semble donc que ce soit par le biais de l’atteinte neu­ro­lo­gique que le virus agisse sur l’œil et la vision.

4.2.2.5) Atteintes der­ma­to­lo­giques [26]

Elles sont pré­sentes dans 60 à 80 % des CHK et peuvent pré­cé­der les autres mani­fes­ta­tions. Elles sont de gênants à graves et sont source de com­pli­ca­tions esthé­tiques très « affichantes ».

-          Le pru­rit peut être inau­gu­ral et pré­cé­der l’éruption. Il est le plus sou­vent, contem­po­rain de l’éruption et s’aggrave pro­gres­si­ve­ment. Loca­li­sé ou dif­fus, il est sim­ple­ment aga­çant ou féroce et insom­niant, res­pon­sable de lésions de grat­tage. Il est assez rapi­de­ment régressif.

-          Les dou­leurs sont réel­le­ment des dou­leurs cuta­nées, dis­tinctes des arthral­gies, en regard des arti­cu­la­tions atteintes ou plus dif­fuses, d’intensité variable, ren­dant impos­sible le moindre contact.

-          Érup­tion : dans sa forme typique, elle sur­vient de 3 à 8 jours après la fièvre. Elle est mor­billi­forme plu­tôt que macu­lo-papu­leuse, évo­lue du tronc jusqu’aux membres, régres­sive en quelques jours, avec des­qua­ma­tion fur­fu­ra­cée sur le corps et en en lam­beau (mains). Elle est très fré­quem­ment pru­ri­gi­neuse. L‘énanthème est très fré­quent, voire constant en cas d’éruption, sou­vent asso­cié à des gin­gi­vor­ra­gies. L’érythème pal­maire (plan­taire) est fré­quent comme dans toutes les arbo­vi­roses. On note une kéra­to­der­mie pal­mo-plan­taire, des érup­tions dys­idro­siques, des formes oedé­ma­teuses avec pré-décol­le­ment épi­der­mique, un pur­pu­ra, des formes vési­cu­leuses pro­fuses, bul­leuses, des ulcé­ra­tions aph­toïdes buc­cales bipo­laires, ingui­no-sco­tales, Exa­cer­ba­tion de der­ma­tose pré­exis­tante (pso­ria­sis qua­si pur­pu­rique), hyper­pig­men­ta­tion, nouures – éry­thème noueux. Il existe des formes graves : bul­leuses exten­sives « Lyell like », et des com­pli­ca­tions liées aux trai­te­ments, (pho­to-ony­cho­lyse). 

4.2.2.6) Atteinte rénale spécifique ?

Quelques obser­va­tions [27] posent le pro­blème d’une atteinte rénale spé­ci­fique qui pour­rait recon­naître plu­sieurs mécanismes :

-          Fonc­tion­nel : fièvre, déshy­dra­ta­tion, troubles diges­tifs, décom­pen­sa­tion d’une insuf­fi­sance rénale chro­nique chez des patients poly­vas­cu­laires et polymédiqués)

-          Iatro­gène, hémo­dy­na­mique ou immu­noal­ler­gique (AINS…)

-          Spé­ci­fique indi­rect (rhab­do­myo­lyse et pré­ci­pi­ta­tion tubu­laire, néphro­pa­thie à immuns-com­plexes) ou direct (atteinte tubu­lo-inter­ti­tielle et effet cyto­pa­tho­gène direct, mise en évi­dence du virus in situ ?

4.2.2.7) Décom­pen­sa­tions d’états patho­lo­giques anté­rieurs : insuf­fi­sance rénale, res­pi­ra­toire, car­diaque, diabète…

4.2.2.8) Myo­car­dites et péricardites

4.2.3) Formes émer­gentes de l’enfant et du nouveau-né

4.2.3.1) Encé­pha­lites chez l’enfant : 1 cas docu­men­té avec décès d’une enfant de 9 ans. Trois réfé­rences anciennes dans la lit­té­ra­tures dont une série de 12 enfants atteints d’en­cé­pha­lite avec un mort et deux séquelles neu­ro­lo­giques [20, 34].

4.2.3.2) Epi­der­mo­lyse bul­leuse chez l’enfant et infec­tion à Chi­kun­gu­nya (ROBIN) et der­ma­toses bulleuses

A la suite de l’augmentation de l’incidence des érup­tions bul­leuses graves chez l’enfant, contem­po­raine du pic épi­dé­mique, une étude a été menée [28] chez tous les enfants âgés de 1 mois à 18 ans, hos­pi­ta­li­sés au CHD, pré­sen­tant une érup­tion bul­leuse éten­due, sur plus de 10% de la sur­face cor­po­relle selon l’échelle de Lund et Brow­der. De début décembre à début mars, 13 enfants (5 filles, 8 gar­çons), âge moyen : 3,23 mois (1–5,5). Séquence obser­vée : fièvre éry­thème, oedèmes des extré­mi­tés, bulles (délai moyen 2,5 jours après début de la fièvre). Carac­té­ris­tiques de l’éruption bul­leuse : évo­lu­tion ascen­dante, membres infé­rieurs puis membres supé­rieurs, siège et tronc, par­fois visage, sou­vent pru­ri­gi­neuse. Atteinte endo­buc­cale (aphtes et gin­gi­vite) dans 4 cas. Trai­te­ment : immu­no­glo­bu­lines intra­vei­neuses dans 10 cas devant l’évolution exten­sive du décol­le­ment. Evo­lu­tion favo­rable sans décès. Evo­lu­tion cuta­née favo­rable sans greffe. Lésions hypo­pig­men­tées séquel­laires à 1 mois. Des­qua­ma­tion des extré­mi­tés obser­vée à 15 jours, et hyper­pig­men­ta­tion du nez (non spé­ci­fiques). Résul­tats bio­lo­giques : RT-PCR chi­kun­gu­nya posi­tive dans le liquide de bulle chez 6 enfants sur 8. RT-PCR chi­kun­gu­nya dans le sang posi­tive chez 6 enfants sur 8. Séro­lo­gie san­guine Chi­kun­gu­nya posi­tive en IgM chez tous les enfants déjà revus à 1 mois (9 enfants). Ana­to­mo-patho­lo­gie : Immu­no­fluo­res­cence sur les biop­sies de bulle en faveur d’un pro­ces­sus immuno-allergique.

La recherche d’une éven­tuelle rela­tion entre la prise d’ibuprofène et l’existence d’une der­ma­tose bul­leuse chez les enfants atteints du Chi­kun­gu­nya n’a pas per­mis d’établir de rela­tion signi­fi­ca­tive entre Ibu­pro­fène et der­ma­tose bul­leuse [29]. Cette étude a por­té sur 120 enfants âgés de 1 à 12 mois, 11 cas de der­ma­tose bul­leuse (9,2%), aucun syn­drome de Lyell, les 5 RT-PCR sur pré­lè­ve­ment de bulle ont toutes été posi­tives. Cette étude conclue que l’isolement du génome viral dans les bulles est plu­tôt en faveur d’un méca­nisme lésion­nel pri­mi­ti­ve­ment viral et qu’il paraît abu­sif de contre-indi­quer l’Ibuprofène chez les jeunes patients atteints du Chikungunya.

4.2.3.3) Ménin­go-encé­pha­lites néo­na­tales.

Une étude sur l’épidémiologie et la cli­nique des formes néo­na­tales de chi­kun­gu­nya dans le sud de la Réunion [30] dénombre 18 infec­tions mater­no-néo­na­tales confir­mées par la RT-PCR ou des IgM+ (sur 151 femmes enceintes), 10 nou­veau-nés ont eu une forme grave : 7 encé­pha­lo­pa­thies dont 4 avec convul­sions cli­niques, 4 états de choc (vaso­plé­gie intense, 2 sep­sis asso­ciés), 4 CIVD (3 asso­ciées à un choc, 1 iso­lée). Cette étude per­met de conclure que :

- 90% des CHIK mater­nels pen­dant la gros­sesse semblent sans consé­quences immé­diates cli­ni­que­ment évi­dentes pour le nouveau-né,

- l’accouchement en période de viré­mie mater­nelle semble à haut risque pour le nou­veau-né, d’où inté­rêt d’étudier les méca­nismes de trans­mis­sion ver­ti­cale per et pre par­tum et les fac­teurs de risque,

- les formes asymp­to­ma­tiques ou pau­ci­symp­to­ma­tiques existent et res­tent à évaluer,

- les séquelles sont pos­sibles et semblent liées, soit au neu­ro­tro­pisme du virus, soit aux com­pli­ca­tions (CIVD), d’où la néces­si­té d’étudier le deve­nir des nou­veau-nés infec­tés en per ou pre partum

4.2.3.4) Myo­car­dites et péri­car­dites (atteintes coro­na­riennes chez le nouveau-né)

4.2.3.5) Signes cli­niques chez le nou­veau-né : fièvre, dou­leurs impor­tantes se tra­dui­sant par des troubles du com­por­te­ment (pros­tra­tion), troubles de la déglu­ti­tion avec refus du sein ou du bibe­ron, érup­tions cuta­nées diverses, oedème très impor­tant des arti­cu­la­tions. L’im­pos­si­bi­li­té de téter pour­rait être en rap­port avec une arthrite temporo-maxillaire.

4.2.3.6) Signes cli­niques chez l’enfant : cris aigus, modi­fi­ca­tion du com­por­te­ment, convul­sions, érup­tions cuta­nées (éry­thro­der­mie, érup­tions bul­leuses, érup­tions bru­nâtres), gon­fle­ment des arti­cu­la­tions, plus grande fré­quence de nais­sances pré­ma­tu­rées, signes diges­tifs (perte d’ap­pé­tit, selles liquides). Au plan des exa­mens bio­lo­giques : throm­bo­pé­nie (dimi­nu­tion du nombre des pla­quettes dans le sang), abais­se­ment du temps de pro­throm­bine, coa­gu­lo­pa­thie de consom­ma­tion, posi­ti­vi­té de la PCR dans le LCR même chez des enfants sans signes méningés.

4.2.4) Formes émer­gentes de la femme enceinte

4.2.4.1) Avor­te­ments au cours du second tri­mestre. Sur 1296 gros­sesses sui­vies du 1er décembre 2005 au 28 février 2006, ont été notées 23 pertes fœtales, par­mi 7 morts in ute­ro (MIU) post infec­tion à chi­kun­gu­nya mater­nelles entre les semaines 12 et 18. Trois MIU ont été direc­te­ment impu­tables au virus avec posi­ti­vi­té de la RT-PCR chez le fœtus et néga­ti­vi­té chez la mère.

4.2.4.2) La trans­mis­sion mater­no­foe­tale. La trans­mis­sion mater­no-fœtale est connue pour le West Nile (2002 CDC), [31]. L’encéphalite est et nord-amé­ri­caine (depuis 1953 et 1959) le virus Getah chez les mam­mi­fères. Une étude [32] sur toutes les nais­sances depuis fin sep­tembre 2005 recense 151 infec­tions de femmes enceintes par le chi­kun­gu­nya, au-delà de 22 semaines d’aménorrhée, sur 3192 gros­sesses (5 %), dont 33 infec­tions per-par­tum. 18 nou­veaux-nés ont été infec­tés sur 33 (54%).

Les cas obser­vés se situent lors de l’accouchement en période viré­mique. L’infection est appa­rue de J3 à J7, avec des mani­fes­ta­tions neu­ro­lo­giques, une throm­bo­pé­nie, avec 70 % de PCR posi­tive, 50 % de nou­veaux-nés symp­to­ma­tiques et 10 % d’admission en réani­ma­tion pour ménin­go-encé­pha­lites néo­na­tales (série non publiée sur 100 accou­che­ments en phase viré­mique). D’importantes lésions sont visua­li­sées en IRM. Il n’a pas été obser­vé à ce jour de mal­for­ma­tions phy­siques. La césa­rienne ne semble pas avoir une action pro­tec­trice vis à vis de l’infection de l’enfant, sauf en cas de lésions bul­leuses vul­vaires chez la mère. Il s’agit d’une trans­mis­sion per par­tum, les cel­lules pla­cen­taires étant infec­tées. En matière d’allaitement mater­nel et bien que les pre­mières études n’aient pas per­mis de retrou­ver le virus dans le lait, il est pré­co­ni­sé par prin­cipe de pré­cau­tion pen­dant la période de viré­mie, de tirer le lait et de le por­ter à ébul­li­tion ou de le jeter transitoirement.

4.3) Infec­tions asymp­to­ma­tiques. Deux études conduites à La Réunion retrouvent pour l’une : un taux de 2.5%, par­mi 117 per­sonnes (A. Michault ; F. Staï­kows­ky, Groupe hos­pi­ta­lier Sud Réunion, don­nées non publiées, février 2006) et pour l’autre un taux de 10 à 15 % (X. Fri­tel et al. , don­nées pro­vi­soires non publiées, février 2006).

5) Diag­nos­tic différentiel

En l’absence de confir­ma­tion séro­lo­gique ou par RT-PCR, le diag­nos­tic se pose avec de nom­breuses autres affections :

-          les autres fièvres algo-érup­tives, dont les arbo­vi­roses, selon le lieu de conta­mi­na­tion. La co-cir­cu­la­tion avec des virus de la dengue existe (Ex : côtes de Madagascar)

-          le palu­disme, la coexis­tence des deux infec­tions est pos­sible (Ex : côtes de Madagascar)

-          les affec­tions spé­ci­fiques de cer­tains organes : hépa­tites, ménin­go-encé­pha­lites, syn­drome de Guillain-Bar­ré, der­ma­toses bul­leuses, myo­car­dites, péricardites…

-          la leptospirose

-          un sep­sis banal ou sévère…

-          à dis­tance de la phase aiguë avec les arthro­pa­thies chroniques.

6) Moda­li­tés du diag­nos­tic bio­lo­gique de l’infection CHK

6.1) Diag­nos­tic spécifique

6.1.1) RT-PCR en phase viré­mique (J moins 1 à  J 7). In vitro, sa sen­si­bi­li­té serait à 5000 copies d’ARN (H. Tolou, IMTSSA Mar­seille, don­nées non publiées).

6.1.2) Séro­lo­gie : IgM à par­tir du 4–5e jour, per­sis­tance pen­dant plu­sieurs semaines ou mois. IgG à par­tir du 15e jour, per­sis­tance pen­dant plu­sieurs années. Pos­si­bi­li­té faux-posi­tifs avec les IgM de la dengue, par sti­mu­la­tion polyclonale.

6.1.3) Un kit de détec­tion du Chi­kun­gu­nya basé sur la tech­no­lo­gie Nucli­Sens EasyQ (NASBA en temps réel) est en cours de déve­lop­pe­ment. C’est un test qui per­met l’am­pli­fi­ca­tion et la détec­tion des ARN chi­kun­gu­nya en 90 minutes (il faut rajou­ter 90 min pour obte­nir l’ARN à par­tir de l’é­chan­tillon bio­lo­gique). Les pre­miers tests sur des dilu­tions de sur­na­geants de cultures sont concluants, mais le test n’a pas été encore vali­dé sur des échan­tillons cli­niques. La tech­no­lo­gie NASBA en temps réelle fonc­tionne bien sur les virus ARN : HIV, RSV, hMPV, enté­ro­vi­rus, et tout récem­ment Influen­za H5N.

6.2) Diag­nos­tic non spécifique

Il existe d’importantes modi­fi­ca­tions des taux san­guins de lym­pho­cytes et de pla­quettes en phase aiguë d’infection par le virus CHK Une étude rétros­pec­tive uti­li­sant les résul­tats des exa­mens bio­lo­giques a été effec­tuée du 9 jan­vier au 15 mars 2006 sur des patients chez les­quels une recherche directe de virus par RT PCR a été pra­ti­quée quelque soit le motif d’hospitalisation [33]. Ont été exclus les patients hos­pi­ta­li­sés dans les ser­vices d’hématologie onco­lo­gie et les immu­no­dé­pri­més. La popu­la­tion de patients posi­tifs est com­pa­rée à celle des patients néga­tifs. La phase aiguë de l’infection par le virus CHK s’accompagne dans le sang vei­neux d’une lym­pho­pé­nie impor­tante chez les sujets de plus de 2 ans. Cette lym­pho­pé­nie semble tou­cher toutes les sous-popu­la­tions lym­pho­cy­taires. Sa durée courte chez l’enfant est variable chez l’adulte. Il existe éga­le­ment une dimi­nu­tion plus modé­rée voire très modé­rée chez les enfants de moins de 2 ans du chiffre des pla­quettes. Quel est le méca­nisme de ces cyto­pé­nies ? Dimi­nu­tion  de la pro­duc­tion, dimi­nu­tion de la durée de vie, sti­mu­la­tion de l’apoptose ? Ont-elles un lien avec l’expression cli­nique de cette virose ?

On note par ailleurs l’absence d’anémie. La C‑Réactive Pro­téine est le plus sou­vent infé­rieure à 50 mg/litre. Il y a une élé­va­tion fré­quente des transaminases.

7) Pré­ven­tion

Il existe un vac­cin vivant atté­nué, déve­lop­pé à par­tir d’une souche thaï­lan­daise des années 60, par le Wal­ter Reed ins­ti­tute (Armée USA). Ce vac­cin fait l’objet d’une requa­li­fi­ca­tion avant les essais de phase 2 rapide (France, USA) puis de phase pra­tique pré­vue à la fin 2006 ou au début 2007. Dans 8 % des cas, ce vac­cin a occa­sion­né des arthro­pa­thies très fugaces chez des hommes jeunes en bonne santé.

Au niveau indi­vi­duel, la pré­ven­tion passe pré­fé­ren­tiel­le­ment par l’utilisation de moyens de pro­tec­tion phy­siques (vête­ments, mous­ti­quaires…). L’utilisation de répul­sifs est recom­man­dée avec des pré­cau­tions à res­pec­ter chez la femme enceinte et l’enfant de moins de 12 ans (dans ce cas, il est indis­pen­sable de prendre conseil auprès d’un méde­cin ou d’un phar­ma­cien). Chez le nou­veau-né de moins de trois mois, il est recom­man­dé de n’utiliser aucun pro­duit répul­sif et de pri­vi­lé­gier l’emploi de mous­ti­quaires imprégnées.

Au niveau com­mu­nau­taire, des actions de lutte contre le vec­teur diurne et urbain doivent être mises en œuvre [35] :

- réduc­tion du nombre de gîtes lar­vaires par sup­pres­sion de toutes les réserves d’eau stag­nante dans et à proxi­mi­té des mai­sons et, lorsque cette sup­pres­sion n’est pas pos­sible, par appli­ca­tion de trai­te­ments lar­vi­cides, dont le bio­pes­ti­cide : Bacil­lus thu­rin­gien­sis israelensis.

- en zone infec­tée, lutte contre le vec­teur adulte grâce à l’épandage aérien d’insecticide à visée

adul­ti­cide (orga­no­phos­pho­rés ou pyré­thri­noïdes de synthèse).

8) Traitement

Il n’existe pas de trai­te­ment anti-viral spé­ci­fique. Des essais cli­niques sont actuel­le­ment menés à La Réunion, en popu­la­tion [35].

Le trai­te­ment est uni­que­ment symp­to­ma­tique : antal­giques non sali­cy­lés, dont le para­cé­ta­mol en pre­mière inten­tion, anti-inflam­ma­toires non sté­roï­diens dans le res­pect des contre-indi­ca­tions (enfant de moins de 3 mois, gros­sesse), cor­ti­coïdes à doses rapi­de­ment dégres­sives dans les formes chro­niques inva­li­dantes, avec par­fois rebond en deçà d’un cer­tain seuil. Cer­tains trai­te­ments empi­riques (chlo­ro­quine), n’ont pas fait la preuve de leur effi­ca­ci­té [36].

Trai­te­ment en milieu de réani­ma­tion pour les formes les plus graves : ven­ti­la­tion méca­nique, épu­ra­tion extra-rénale, amines pressives …

9) Conclu­sion

Le CHK est  une mala­die émer­gente à La Réunion, qui avait déjà connu des épi­dé­mies de dengue (1978, 2004) [37–40] et dans l’Océan indien Des formes cli­niques émer­gentes y sont décrites qui ne per­mettent plus de rete­nir le carac­tère bénin de la mala­die. De plus, le carac­tère réci­di­vant et inva­li­dant des arthro­pa­thies [29], dont la phy­sio­pa­tho­lo­gie n’est pas élu­ci­dée, est un fait mar­quant de l’in­fec­tion à CHK [30].

Figure 1 : Virus chi­kun­gu­nya (Pho­to : Marion Sou­ris­seau, Marie-Chris­tine Pré­vost, Oli­vier Schwartz, Ins­ti­tut Pas­teur Paris).

 

Figure 2 : Modé­li­sa­tion tri­di­men­sion­nelle de la pro­téine d’enveloppe E1 du virus Chi­kun­gu­nya. La muta­tion en posi­tion 226, indi­quée par l’étoile blanche, pour­rait expli­quer une adap­ta­tion par­ti­cu­lière au mous­tique vec­teur Aedes albopictus

 

Docu­ments pro­duits à La Réunion 

Repères pour la pra­tique (DRASS)

Chi­kun­gu­nya et gros­sesse : recommandations

Prise en charge de la douleur

Les insec­ti­cides

Les répul­sifs

BEH numé­ro spécial

 

 

Réfé­rences

1) An epi­de­mic of virus disease in Sou­thern pro­vince Tan­ga­nyi­ka ter­ri­to­ry, in 1952–1953 : cli­ni­cal features.

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2) Recherche sur le virus Chi­kun­gu­nya au Congo Belge. Iso­le­ment du virus dans le Haut-Uèlè.

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3) An epi­de­mic of Chi­kun­gu­nya in south-eas­tern Rhodesia.

Mc Intosh B.M., Har­win R.M., Pater­son H.E, West­wa­ter M.L.Cent. Afr. Med. J., 1963, 43, 351–359.

4) Une forme épi­dé­mique due au virus Chi­kun­gu­nya dans l’ouest du Séné­gal en 1982.

Saluz­zo J.P., Cor­net M., Digoutte J.P Dakar Med., 1983, 28, 497–500.

5) Arbo­vi­roses humaines au Burun­di : résul­tats d’une sur­veillance séro-épi­dé­mio­lo­gique 1980–1982.

Rod­hain F., Car­te­ron B., Laroche R., Han­noun C Bull. Soc. Path. Exot., 1987 ; 80, 155–161.

6) Infec­tions humaines par le virus Chi­kun­gu­nya à Rufisque (Séné­gal), octobre-novembre 1966.

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7) Epi­dé­mies à virus Chi­kun­gu­nya en 1996 et 1997 au Sénégal.

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8) Vec­tors of the Chi­kun­gu­nya virus in Sene­gal : cur­rent data et trans­mis­sion cycle.

Dial­lo M., Thom­son J., Traore-Lami­za­na M., Fon­te­nille D. Am. J. Trop. Med. Hyg., 1999, 60, 281–286.

9) Epi­dé­mies à virus Chi­kun­gu­nya en 1999 et 2000 en Répu­blique Démo­cra­tique du Congo.

Muyembe-Tam­fum J.J., Pey­re­fitte C., Yogo­le­lo R. et coll Med. Trop., 2003, 63, 637

10) Etats fébriles et virus Chi­kun­gu­nya en Côte d’Ivoire de 1995 à 2002.

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11) Human infec­tion in Cam­bo­dia with Chi­kun­gu­nya or clo­se­ly rela­ted. Epi­de­mio­lo­gy. Chas­tel C. Bull. Soc. Path. Exot., 1964, 57, 64.

12) Chi­kun­gu­nya infec­tion : an emer­ging disease in Malaysia.

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13) Pro­blèmes posés par l’expansion d’Aedes albo­pic­tus. Rod­hain F. Bull. Soc. Path. Exot.. 1996 ; 89, 137–141.

14) Infec­tion par le virus Chi­kun­gu­nya à l’île de La Réunion.

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15) Acute neu­ro­lo­gic and sen­so­rial disor­ders in dengue and Chi­kun­gu­nya fever.

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16) A des­truc­tive arthro­pa­thy fol­lo­wing Chi­kun­gu­nya virus arthri­tis : a pos­sible association.

Brigh­ton S.W. Sim­son I.W. Clin. Rheum., 1964, 3, 253–258.

17) Arthrites virales exo­tiques : place des alphavirus.

Jean­del P., Josse R., Durand J.P. Med. Trop., 2004, 64, 81–88

18) Situa­tion et enjeux sani­taires à l’île de La Réunion en 2005.

Cat­teau C., Sis­so­ko D., Gaü­zère B‑A., Aubry P. Med. Trop., 2005, 65, 515–524.

19) Hépa­tite ful­mi­nante asso­ciée au virus Chi­kun­gu­nya : à pro­pos d’une obser­va­tion à l’île de La Réunion. Binois F, Amor L. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse.

20) Hépa­tites aiguës graves lors de l’infection à virus chi­kun­gu­nya (CHK) : à pro­pos de cinq cas en ser­vice de réani­ma­tion à Saint-Denis de la Réunion. Reboux A.H, Lebrun G, Gar­nier P, Drouet D, Pac-Soo A.M, Lefort Y, Schloss­ma­cher, O. Mar­ti­net, Gaü­zère B‑A. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

21) Hépa­tites aiguës sévères lors d’une infec­tion par le virus Chi­kun­gu­nya à l’île de la Réunion : à pro­pos de 14 obser­va­tions. PP Gar­nier1, E Blan­chet2, S Kwia­tek1, A Reboux3, B‑A Gaü­zere3, JP Bec­quart1Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

22) Ménin­go-encé­pha­lites graves de l’adulte au cours de l’infection à Chi­kun­gu­nya : à pro­pos de 5 cas à La Réunion (Océan indien). Mar­ti­net O,Tour­ne­bize P, Gaü­zère B‑A, Winer A, Gras G, Bois­son V, Jaf­far-Band­jee M.C, El Hadj Faye A . Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

23) Ménin­go-encé­pha­lites à Virus Chi­kun­gu­nya : à pro­pos d’un cas à La Réunion (Océan Indien).

Gras G, Mar­ti­net O, Gaü­zère B‑A, Schloss­ma­cher P, Col­li­gnon B, Jaf­far-Band­jee M C, Schloss­ma­cher P, Kne­zyns­ki M, Pac-Soo AM, Drouet D, Lefort Y. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n°1.

24) Un syn­drome de Guillain-Bar­ré grave lors de l’infection par le virus Chi­kun­gu­ny à La Réunion (Océan Indien).Lebrun G, Reboux A.H, Drouet D, Pac-Soo A.M, Lefort Y, Schloss­ma­cher, O. Mar­ti­net, Gaü­zère B‑A. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

25) Chikungunya et œil

Roche Ph – Vil­le­roy F. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

26) Peau et Chikungunya

  1. Lamey, S. Fite, J. Rah­ma­ni.Bull. Soc. Path.Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

27) Rein et chikungunya

Th. Bache­let, B. Bour­geon, J‑P Rivière. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

28) Der­ma­toses bul­leuses graves chez l’enfant lors d’une épi­dé­mie de chi­kun­gu­nya a la Réeu­nion : a pro­pos de 13 cas. S. Robin, D. Ram­ful, J. Zet­tor, S. Robert, J. Mari­chy, L. Ben­ha­mou, M‑C. Jaf­far, H. Wal­ters, P. Nyombe. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

29) Absence de rela­tion entre prise d’ibuprofène et der­ma­tose bul­leuse chez les enfants atteints du Chi­kun­gu­nya ? Her­bin G, Hou­don-Nguyen L, Gérar­din P, Michault A, Istria N, Prou­het JG, Renouil M. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

30) Epi­dé­mio­lo­gie et cli­nique des formes néo­na­tales de chi­kun­gu­nya dans le sud de la Réunion

Patrick Gérar­din, Bra­him Bou­mah­ni, Cécile Duvant, Yann Len­glet, Maga­li Car­bon­nier, Pierre–Yves Robillard, Georges Barau, Alain Michault, Marc Bint­ner, Alain Four­main­traux. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

31) Chas­tel C Bull. Soc. Path. Exot., 1963 ; 56, 892–915

32) Infec­tion mater­nelle à chi­kun­gu­nya et mort fœtale in utero

Y.Touret, H. Ran­dria­nai­vo, A.Michault, I. Schuf­fe­ne­cker, E. Kauff­mann*, Y. Len­glet, G. Barau, A. Fourmaintraux

33) Modi­fi­ca­tions des taux san­guins de lym­pho­cytes et de pla­quettes en phase aiguë d’infection par le virus Chi­kun­gu­nya. Jean Claude Saly. Bull. Soc. Path. Exot. T.99, 2006, n° 2, sous presse

34) Carey D.E et al. Tr. Roy. Soc. Med. Hyg. 1969, 63, 434–445.

35) Arbo­vi­rus, are­na­vi­rus et autres virus.

Chas­tel C., in F. DENIS « Les Virus Trans­mis­sibles de la mère à l’en­fant », 1999, P. 365–394

36) OMS. Ren­contre inter­na­tio­nale sur la démous­ti­ca­tion : recommandations.

Week­ly Epi­de­miol. Rev., 2000, 75, 173–175

36) New concepts with the anti­vi­ral effects of chloroquine.

Sava­ri­no A et Coll. Lan­cet infec­tious diseases, 2006, 6, 67–68.

37) Chlo­ro­quine phos­phate treat­ment of chro­nic Chi­kun­gu­nya arthri­tis. An open pilot study.

Brigh­ton SW.: S Afr Med J. 1984 Aug 11 ; 66 (6) : 217–8.

38) Enquêtes séro­lo­giques concer­nant les arvo­vi­roses à Fla­vi­vi­ri­dae sur l’île de La Réunion.

Kles V., Michault A., Rod­hain F., Mavel T., Chas­tel C Bull. Soc. Path. Exot., 1994 ; 87, 71–76.

39) Dengue, arbo­vi­roses et migra­tions dans l’Océan indien.

Zel­ler HG. Bull Soc Pathol Exot 1998 ; 91 : 56–60.40) Fièvre jaune, dengue et autres arbo­vi­roses. Rod­hain F. Ency­cl. Med. Chir. (Edi­tions Scien­ti­fiques et Médi­cales Else­vier, Edi­tions SAS, Paris, tous droits réser­vés), Mala­dies infec­tieuses, 8–062-A-10, 2001, 19 p.

41) Chi­kun­gu­nya virus infec­tion. A retros­pec­tive stu­dy of 107 cases.

S.W. Brigh­ton, O.W.Prozesky, A.L. De La Harpe. S Afr Med J. 1983 Feb 26 ; 63(9) : 313–15

42) Sind­bis-Group alpha­vi­rus repli­ca­tion in per­ios­tum and endos­teum of long bones in adult mice.

M.T HeiseD.A Simp­son, R. E Johns­ton. Jour­nal of Viro­lo­gy, Oct. 2000, p. 9294–9229

Abs­tracts pré­sen­tés à l’ECEID, Congrès sur les mala­dies émer­gentes, Atlan­ta, 21 mars 2006

- Mole­cu­lar Ana­ly­sis of Chi­kun­gu­nya Virus Strains From the Kenya and Como­ros Island Outbreaks.

  1. M. Njen­ga, L. M. Nde­ri­tu, R. Brei­man, R. Sang ;

- Out­break of Chi­kun­gu­nya in Lamu, Kenya, 2004 S. Bed­no, C. Onyan­go, C. Nju­gun, R. Sang, S. Gay­dos, K. Ser­gon, C. Nzio­ka, R. Breiman ;

- Eco-Cli­ma­tic Pre­cur­sors to Large Chi­kun­gu­nya Out­breaks in Kenya and Como­ros, 2004–2005. J. Chre­tien, S. Bed­no, A. Anyam­ba, R. Brei­man, C. Nju­gu­na, R. Sang, K. Ser­gon, A. Powers, M. Ball, C. Onyan­go, J. Small, K. Lin­thi­cum, C. Tucker

- Epi­de­mic Chi­kun­gu­nya Virus in the Union of Como­ros, 2005 : Ento­mo­lo­gic Inves­ti­ga­tions. R. Sang O. Ahmed, O. Faye, C. Kel­ly, A. Ahaya, K. Ser­gon, J. Brown, N. Aga­ta, Y. Alle­ran­gar, M. Ball, R. Brei­man, B. Mille, A. Powers.

Genome Microe­vo­lu­tion of Chi­kun­gu­nya Viruses Cau­sing the Indian Ocean Outbreak.

Schuf­fe­ne­cker I, Ite­man I, Michault A, Mur­ri S, Fran­geul L, Vaney MC, Lave­nir R, Par­di­gon N, Reynes JM, Pet­ti­nel­li F, Bis­cor­net L, Dian­court L, Michel S, Duquer­roy S, Gui­gon G, Fren­kiel MP, Bre­hin AC, Cubi­to N, Despres P, Kunst F, Rey FA, Zel­ler H, Brisse. PLoS Med. 2006 May 23;3(7)

Chi­kun­gu­nya out­breaks cau­sed by Afri­can geno­type, India. Emerg Infect Dis [serial on the Inter­net]. 2006 Oct).Yergolkar PN, Tan­dale BV, Aran­kalle VA, Sathe PS, Sudeep AB, Gandhe SS, et al.

 

Pour en savoir plus

Le meilleur site sur le sujet

www.Chikungunya.net

Agence régio­nale de l’hos­pi­ta­li­sa­tion de La Réunion

www.parhtage.sante.fr/re7/re/site.nsf

Site San­té de La Réunion

www.reunioncapsante.net

INVS (Ins­ti­tut de Veille Sanitaire)

www.invs.sante.fr

Obser­va­toire Régio­nal de la San­té de La Réunion

www.orsrun.net

Union Régio­nale des Méde­cins Libé­raux de La Réunion

www.urml-reunion.net

Site du minis­tère de la San­té et des Solidarités.

www.sante-gouv.fr

Socié­té de Patho­lo­gie Exotique

socpatex@pasteur.fr

L’Ins­ti­tut Pasteur

www.pasteur.fr

Centre Natio­nal de la Recherche Scien­ti­fique (CNRS)

www.cnrs.fr/sdv/dept/Chikungunya.pdf

Ins­ti­tut de Recherche pour le Développement.

www.ird.fr

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